【产品名称】
通用名称:鸭瘟病毒(DPV)核酸检测试剂盒(荧光-PCR 法)
Name :Duck Plague Virus Detection Kit (Real-Time PCR Method)
【包装规格】50T/盒
【预期用途】
鸭瘟,又称鸭病毒性肠炎,是由疱疹病毒科鸭瘟病毒(Duck Plague Virus, DPV) 引起的一种急性(有时呈慢性)鸭、鹅和天鹅接触性传染病。其特征为体温升高,两腿麻痹,下痢,流泪和部分病鸭头颈肿大。食道粘膜有小出血点,并有灰黄色假膜覆盖或溃疡,泄殖腔粘膜充血出血水肿和假膜覆盖。肝有不规则大小不等的出血点和坏死灶[1]。本病传播迅速,发病率和死亡率高,严重威胁养鸭业发展。
本试剂盒适用于检测病鸭血液、口腔伪膜及溃疡处粘液、肝、脾、肾等组织样品 等样本中的鸭瘟病毒,用于鸭瘟病毒感染的辅助诊断。
【检验原理】
本试剂盒对鸭瘟病毒基因组保守区设计特异性引物和探针[1-3],用荧光 PCR 技术对鸭瘟病毒的核酸进行体外扩增检测,用于临床上对可疑感染者的病原学诊断。
【试剂组成】
名称规格
酶液50μL×1 管
DPV 反应液500μL×2 管
DPV 阳性质控品50μL ×1 管
阴性质控品250μL ×1 管
注:
1)不同批号试剂不能混用。
2)试剂盒内各试剂组份足够包装规格所标示的检测次数。
【储存条件及有效期】
-20℃±5℃,避光保存、运输、反复冻融次数不超过 5 次,有效期 12 个月。
【适用仪器】
ABI 、安捷伦 MX3000P/3005P、LightCycler、Bio-Rad、Eppendorf 等系列
荧光定量 PCR 检测仪。
【标本采集】
在发病早期,无菌采集病鸭血液或刮取口腔伪膜及溃疡处粘液;在动物死亡后,
无菌采取肝、脾、肾等组织样品
【保存和运输】
上述标本短期内可保存于-20℃,长期保存可置-70℃,但不能超过 6 个月,标本
运送应采用 2~8℃冰袋运输,严禁反复冻融。
【使用方法】
1.样品处理(样本处理区)
1.1样本前处理
组织样品:每份组织分别从 3 个不同的位置称取样品约 1g,手术剪剪碎混匀后取0.5g 于研磨器中研磨,加入 1.5mL 生理盐水后继续研磨,待匀浆后转至 1.5mL 灭菌离心管中,8000rpm 离心 2min,取上清液 100μL 于 1.5mL 灭菌离心管中;粘液直接取 100μL 提取
1.2DNA 提取
推荐采用优利科(上海)生命科学有限公司生产的 DNA 提取试剂盒(离心柱提取
法),请按照试剂盒说明书进行操作。
2.试剂配制(试剂准备区)
根据待检测样本总数,设所需要的 PCR 反应管管数为N(N=样本数+1 管阴性对照+1 管阳性对照;样品每满 7 份,多配制 1 份),每测试反应体系配制如下表:
试剂DPV 反应液酶液
用量(样本数为 N)20μL1μL
将混合好的测试反应液分装到 PCR 反应管中,21uL/管。
3.加样(样本处理区)
将步骤 1 提取的 DNA、阳性质控品、阴性质控品各取 4μL,分别加入相应的反应管中,盖好管盖,混匀,短暂离心。
4.PCR 扩增(核酸扩增区)
4.1将待检测反应管置于荧光定量 PCR 仪反应槽内;
4.2设置好通道、样品信息,反应体系设置为 25μL;
荧光通道选择: 检测通道(Reporter Dye)FAM, 淬灭通道(Quencher Dye) NONE,ABI 系列仪器请勿选择 ROX 参比荧光,选择 None 即可。
4.3推荐循环参数设置:
步骤循环数温度时间收集荧光信号
11 cycle95℃10min否
240 cycles94℃15sec否
55℃30sec是
5.结果分析判定
5.1结果分析条件设定
设置 Baseline 和 Threshold:一般直接按机器自动分析的结果分析,当曲线出现整体倾斜时,根据分析后图像调节Baseline 的 start 值(一般可在 3~15 范围内调节)、stop 值(一般可在 5~20 范围内调节),以及 Threshold 的 Value 值(上下拖动阈值线至高于阴性对照),重新分析结果。
5.2结果判断
阳性:检测通道 Ct 值≤35,且曲线有明显的指数增长曲线;
可疑:检测通道 35<Ct 值≤38,建议重复检测,如果检测通道仍为 35<Ct 值≤38, 且曲线有明显的增长曲线,判定为阳性,否则为阴性;
阴性:样本检测结果 Ct 值>38 或无 Ct 值。
6.质控标准
阴性质控品:Ct>38 或无 Ct 值显示;
阳性质控品:扩增曲线有明显指数生长期,且 Ct 值≤32; 以上条件应同时满足,否则实验视为无效。
7.检测方法的局限性
样本检测结果与样本收集、处理、运送以及保存质量有关;
样本提取过程中没有控制好交叉污染,会出现假阳性结果;
阳性对照、扩增产物泄漏,会导致假阳性结果;
病原体在流行过程中基因突变、重组,会导致假阴性结果;
不同的提取方法存在提取效率差异,会导致假阴性结果;
试剂运输,保存不当或试剂配制不准确引起的试剂检测效能下降,出现假阴性或定 量检测不准确的结果;
本检测结果仅供参考,如须确诊请结合临床症状以及其他检测手段。
【注意事项】
所有操作严格按照说明书进行;
试剂盒内各种组分使用前应自然融化,完-全混匀并短暂离心;
反应液应避光保存;
反应中尽量避免气泡存在,管盖需盖紧;
使用一次性吸头、一次性手套和各区专用工作服;
样本处理、试剂配制、加样需在不同区进行,以免交叉污染;
实验完毕后用 10%次氯酸或 75%酒精或紫外灯处理工作台和移液器;
试剂盒里所有物品应视为污染物对待,并按照《微生物生物医学实验室生物安全通 则》进行处理。
【参考文献】
[1]国家质量监督检验检疫总局. SN/T-2744-2010 鸭病毒性肠炎检疫技术规范[S]. 北京: 科学出版社, 2010.
[2]索化夷, 汤承, 岳华, 等. 实时荧光定量TaqMan-PCR 检测鸭瘟病毒方法的建立[J]. 中国预防兽医学报, 2006.
[3]马腾飞. 鸭瘟病毒荧光定量 PCR 检测方法的建立及其强弱毒株 UL2 基因差异分析[J]. 山东农业大学, 2015.
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